CONTROL BACTERIOLOGICO-LABORATORIO CLINICO

CONTROL BACTERIOLÓGICO DE UN LABORATORIO CLÍNICO

SIRVE PARA:

Ø  Garantizar la fiabilidad de las técnicas que se realizan en el laboratorio

Ø  Asegurar  resultados rápidos y útiles

Ø  Estandarizar las técnicas e interpretar correctamente los resultados

Ø  Control de calidad de las muestras, estableciendo una buena comunicación con los clínicos y el personal encargado de obtener las muestras.

Ø  Aumentar la profesionalidad del personal del laboratorio y la confianza de los clínicos en los resultados que reciben.

MÉTODOS Y ÁREAS DE CONTROL

1.- Control de calidad de la muestra. Desde su obtención, transporte y procesamiento hasta la emisión de resultados siguiendo normas elaboradas con criterios claros de rechazo y establecer horarios fijos de recepción de muestras.

2.- Medios de cultivo.- deben ser empaquetados correctamente en bolsas cerradas para evitar la desecación, almacenados correctamente  y etiquetados con fecha de caducidad.

(a  4°c durar de 8 – 10 semanas, sin empacar a 4°c dura solo 2 semanas los caldos y el agar en tubo con tapón  a 4°c -6 meses)los que están preparados en el laboratorio, siguen un control siguiente:

Control de esterilidad= comprobar  con una unidad en cada lote <100 o 3 unidades si es un gran lote  mediante incubación a 37°c  durante 24 hrs; si se contaminan debe  rechazarse .

Control de crecimiento.- se incuba un medio de cada lote con un inoculo reducido.

Microorganismo de control.- cepas de colección que asegure el crecimiento.

Control de medios con características selectivas  => se inocula con el germen que no debe crecer en ello.

Control de medios con características bioquímicas => se utiliza un control positivo que produce la reacción bioquímica esperada.

3.- Reactivos e identificación.- Se debe marcar con la fecha del primer uso y la caducidad.

__ Los reactivos de identificación se deben utilizar siempre con un control positivo y negativo.

__ No debe utilizar reactivos caducados o cuyo aspecto no sea el adecuado y debe asegurarse su almacenamiento correcto.

__Hay que utilizar siempre el lote cuya vida útil este más próxima.

4.- Cepas de control.- Una colección de de cepas de ATCC disponible de prácticamente todos loa microorganismos que se utilizan en controles de calidad.

5.- Mantenimiento de las cepas de control.- Se mantienen de manera que no pierdan sus características típicas.

6.- Control de aparatos.- Se debe mantener a temperatura ambiente en el laboratorio, entre 23 – 29°c y a una humedad de 30 – 50 % al final de la jornada se limpian la superficies con un antiséptico (fenol 5% o glutaraldehiod)

 Limpieza.- Las neveras y congeladora se limpian y se descongelan periódicamente (mínimo 1 ves por año) las cabinas, centrifugas agitadores de tubos se limpian todos los días al término de cada trabajo con fenol 5% las estufas y baños se limpian cada 6 meses.

Temperatura.- Un control a diario de las estufas baños neveras y congeladores antes de empezar el trabajo, se usa un termómetro para cada aparato colocándolo en el interior del mismo.

Atmosfera de incubación.- se controla la cantidad de  CO2 de las estufas con un indicador que suele estar acoplado con sistema de alarma, se controla anaeróbicamente catalizadores e indicadores de azul de metileno.

Cabinas de flujo laminar.- un cambio periódico de los filtros y un control de lámparas ultravioleta.

Autoclaves control de esterilización

Microscopios.- se limpian con suavidad al terminar la jornada, taparlos con su funda, cada semana se deben limpiar los objetivos con alcohol – éter 50% se realiza periódicamente un ajuste de condensadores y objetivos.

ELABORE UN MAPA CONCEPTUAL QUE ENMARQUE LOS ASPECTOS PRINCIPALES DE ESTE TEMA.

Debará desarrollarlo en Word y utilizar conectores bien definidos.

Enviar al docente a su correo personal.

MANTENIMIENTO DE UN MICROSCOPIO

MICROSCOPIO BINOCULAR

III. 1. Descripción del Equipo

El microscopio es un equipo que consta de un juego de lentes que permiten al ojo humano observar detalles que a simple vista es imposible observar. El uso de este equipo en los laboratorios clínicos, permite determinar la presencia de parásitos, larvas, cristales, restos de tejido, componentes de la sangre y otros cuerpos. En el Laboratorio de Anatomía Patológica, permite el estudio de tejidos para poder determinar enfermedades, malformaciones o deficiencias.

El microscopio se compone básicamente
de tres partes:

•   Sistema Óptico. Constituido por lentes, espejos y prismas dispuestos en un tubo que amplían la imagen. Este incluye: Los oculares, el cuerpo binocular, y los objetivos.
•   Sistema de Iluminación. Por lo general consta de un bombillo que puede ser de tungsteno (halógeno), el cual es controlado por un interruptor de encendido y un regulador de intensidad; además consta de un condensador, que tiene como función concentrar y enviar un haz de luz perpendicular a la muestra y luego al objetivo.
•  Sistema Mecánico. Es toda la estructura del microscopio y lo compone: El revólver, la base, El Macrométrico y el Micrométrico, la base de platina, la perilla de platina en cruz, la perilla del portacondensador y el brazo.

III. 2 Recomendaciones de uso

De un buen uso y manejo del microscopio depende el funcionamiento continuo de éste. Es importante tomar
muy en cuenta las siguientes recomendaciones:

a.     El microscopio debe ser cubierto con cobertores de tela, no con plásticos, ya que estos por el calor que producen, permiten la formación de hongos en los lentes. 

b.      Nunca debe ser expuesto directamente a los rayos del sol, ni cerca de sustancias tóxicas, ni cerca de lavaderos. Tampoco deben estar en el mismo mueble donde se encuentran equipos que producen vibración. 

c.      El polvo se encuentra prácticamente en todo lugar, ocasionando serios problemas en las partes mecánicas que se deslizan sobre guías con extrema precisión, si estas guías están sucias, el polvo con la lubricación hace las veces de esmeril o lija, ocasionando desajustes en los movimientos, por lo que será necesario limpiar y lubricar periódicamente. 

d. Verifique si su equipo funciona correctamente: 

• Revise en forma visual que el tomacorriente macho se encuentre conectado al tomacorriente hembra de la pared, de modo que se establezca un buen contacto.

• Accione el interruptor (switch), compruebe que la lámpara encienda. Mueva de izquierda a derecha el regulador de intensidad y compruebe su funcionamiento.
• Revise si las partes mecánicas y ópticas funcionan adecuadamente:
movimientos macrométricos y micrométricos, desplazamientos libres de la latina en cruz,portacondensador, diafragmas, revolver.

• Cualquier anormalidad en el microscopio, repórtela al Departamento de Mantenimiento.
Nunca trate de corregirla o que la corrijan personas que no poseen los conocimientos técnicos necesarios. 

e.  No se debe fumar cerca del microscopio, ya que eventualmente los lentes, llegan a cubrirse con una capa de material no combustible, mezclado con residuos de carbón. Lo que produce decoloración y un campo borroso.
f.  No se deben usar cantidades exageradas de aceite de inmersión, pues si éste no se quita cuando se termina el trabajo, se secará sobre los lentes y producirá problemas para el microscopista. En la mayoría los casos, es suficiente usar una gota de aproximadamente 5 mm de diámetro.
g.  Cuando hay necesidad de movilizar el microscopio de un sitio a otro, éste debe sostenerse en posición vertical, y tomarlo por el brazo y por la base, que son las partes más sólidas del equipo. 

La movilización inadecuada puede desviar los prismas y su arreglo solo puede hacerlo un experto.
h.  La calidad del microscopio depende de la calidad de los objetivos. Estos objetivos son lentes muy costosos y se debe tener un excesivo cuidado para evitar que se rallen. Siempre se debe comenzar enfocando con el objetivo
de menor aumento y luego pasar al de mayor aumento. Enfoque siempre hacia arriba y no hacia abajo, pues el lente puede golpearse y rallarse con la lámina o la platina.
i.   Las lámparas no deben usarse al máximo de intensidad, ya que se acorta su vida útil. Lo que se debe hacer es centrar, enfocar y subir el condensador o diafragmas para lograr optimizar al máximo la luz.

III. 3. Mantenimiento preventivo del operador

De los elementos que componen el microscopio, los sistemas de lentes son las partes que exigen mayor número de cuidados especiales. Los componentes mecánicos y de iluminación pueden ser reemplazados y ajustados sin que para
ello se realicen grandes esfuerzos; en cambio el deterioro de un componente óptico es un hecho lamentable, cuyo costo es considerable y no puede compararse al de los otros tipos de fallas.

Debido a esto, a continuación se detalla el procedimiento para realizar un buen mantenimiento preventivo para mantener en óptimas condiciones los diferentes sistemas que forman el microscopio:

a. Limpie la superficie del equipo con un trapo humedecido con agua, no use alcohol, acetona u otra sustancia demasiado fuerte, ya que la pintura puede desprenderse.
b. Verifique que el cable de conexión no presente ningún deterioro en su aislante, especialmente en sus extremos, si se presenta cámbielo o repórtelo a Mantenimiento.
c. Compruebe el buen funcionamiento de él o los diafragmas, y el correcto montaje del condensador.  Céntrelo si es necesario.

d. Verifique los desplazamientos mecánicos de la platina y el portaobjetos; limpie y lubrique con grasa fina las cremalleras o guías visibles.
e. Es recomendable tener a la mano un bombillo de repuesto, para no interrumpir el trabajo cuando se queme el que está en uso.
f. Desmontar los objetivos y oculares para su limpieza, según se detalla:

f.1 Objetivos:

Con un ocular en posición invertida observar el lente externo del objetivo, conservando un ángulo de aproximadamente 30º, para detectar partículas de polvo o aceite, rayones u hongos.

Con un hisopo humedecido ligeramente en agua destilada frotar el lente externo del objetivo en forma circular
y luego pasarle un hisopo seco para secar el lente.

Con una perilla insufladora sopletear cualquier partícula de polvo o algodón interna y externamente del objetivo.

Por ningún motivo desarme el objetivo, porque puede dañarlo o hasta desajustarlo.

Si la suciedad persiste, repórtelo de inmediato al Departamento de Mantenimiento.

f.2 Oculares:

Para determinar si los oculares se encuentran sucios, montar una lámina con cualquier muestra en el portaobjeto de la platina y observarla con el objetivo 40x, una vez enfocado el objeto hacer girar un ocular a la vez y si se observan partículas que giran, es signo de suciedad en los lentes de los oculares.

Cuando se retiren los oculares, cubrir los orificios donde estos se encuentran para que no entre polvo en los prismas del cuerpo binocular del microscopio.

Sobre una franela o pedazo de tela desarme cuidadosamente el ocular, teniendo especial cuidado de conservar el orden y posición en la que se encuentran los lentes y separadores.

Cada lente debe limpiarse con un pedazo de algodón ligeramente humedecido con agua destilada y luego secarlo con algodón seco, teniendo el cuidado de no tocar los lentes con la yema de los dedos, porque quedaran impresas sus huellas digitales.

Con la pera insufladora sopletear los lentes para retirar cualquier partícula de polvo o algodón.

Armar cuidadosamente de nuevo el ocular, conservando el orden, de manera inversa a la cual se desarmo.

Nunca use sustancias como acetona, xilol, alcohol 90º, éter u otro para limpiar los lentes; estas sustancias solamente son usadas por personal de Mantenimiento técnicamente capacitados.

Si la suciedad persiste y dificulta demasiado la visualización del objeto, repórtelo al Departamento de Mantenimiento del Hospital.

ENFERMEDADES CAUSADAS POR BACTERIAS

ENFERMEDAD	AGENTE	PRINCIPALES SINTOMAS
Brucelosis	Brucella spp.	Fiebre ondulante, adenopatía, endocarditis, neumonía.
Carbunco	Bacillus anthracis	Fiebre, pápula cutánea, septicemia.
Cólera	Vibrio cholerae	Diarrea, vómitos, deshidratan.
Difteria	Corynebacterium diphtheriae	Fiebre, amigdalitis, membrana en la garganta, lesiones en la piel.
Escarlatina	Streptococcus pyogenes	Fiebre, amigdalitis, eritema.
Erisipela	Streptococcus spp.	Fiebre, eritema, prurito, dolor.
Fiebre Q	Coxiella burnetii	Fiebre alta, cefalea intensa, mialgia, confusión, vómitos, diarrea.
Fiebre tifoidea	Salmonella typhi,	Fiebre alta, bacteriemia, cefalalgia, estupor, tumefacción de la mucosa nasal, lengua tostada, úlceras en el paladar, hepatoesplenomegalia, diarrea, perforación intestinal.
	S. paratyphi
Legionelosis	Legionella pneumophila	Fiebre, neumonía

IMPORTANCIA DE LAS BACTERIAS EN LA VIDA COTIDIANA

IMPORTANCIA DE LAS BACTERIAS

Los miembros pertenecientes a los dominios Bacteria y Archaea son las formas más abundantes en el planeta. Las bacterias constituyen una proporción significativa por lo que respecta al peso corporal de los diferentes hospederos (desde 0.5 k hasta unos 2.5 k). Su biomasa total llegó a estimarse en 3.5 × 1014 kg de carbono. Sin embargo, en 2008 solo se aceptaban ~7,000 especies microbianas, versus 300 000 especies de plantas y 1 250 000 de animales, lo cual no refleja la biodiversidad total de las bacterias. (Achtman et al., 2008).

La Bacteriología es una disciplina de la Microbiología, que ha estado presente a lo largo de la historia de la humanidad. Las bacterias son responsables de millones de muertes de personas a nivel mundial. Entre algunas enfermedades infecciosas bacterianas, causantes de grandes epidemias que han mermado la población, se encuentran: la difteria, cólera, tuberculosis, sífilis, tétanos, tos ferina, y fiebre tifoidea. Sin embargo, también existen infecciones bacterianas que aunque están asociadas en menor frecuencia como causa de muerte, son un problema de salud pública en países en vías de desarrollo como el nuestro, entre las que se puede mencionar algunas de las enfermedades "menospreciadas", emergentes. (TDR. 2015).

Otro aspecto de primordial importancia en bacteriología es la microbiota del cuerpo humano, en especial del tracto gastrointestinal. Se estima que en el intestino de un ser humano adulto, existe un billón (1012) de microorganismos por mililitro de contenido fecal y alberga entre 500 y 1000 diferentes especies bacterianas. La mayoría de esos microorganismos pertenecen al Dominio Bacteria, que incluye tanto a bacterias gramnegativas como grampositivas. La microbiota intestinal difiere de una persona a otra y esa diversidad se ha visto en la composición del lumen (heces) y de la mucosa (epitelial), aunque el genotipo del hospedero es más importante en determinar la microbiota intestinal que la dieta, edad y estilo de vida.

La microbiota intestinal está implicada en una gran variedad de funciones en el hospedero, involucrando cambios en el epitelio intestinal, modulación inmune, movimiento intestinal y el metabolismo de algunas drogas. La microbiota también está involucrada en la degradación de algunas toxinas y carcinógenos que se ingieren en la dieta, síntesis de micronutrientes, fermentación de substancias del alimento, ayuda en la absorción de electrolitos y minerales; asimismo afecta el desarrollo y diferenciación de los enterocitos, a través de la producción de ácidos grasos de cadena corta. Finalmente, la microbiota previene la colonización del intestino por bacterias patógenas como: Escherichia coli, Salmonella, Clostridium y Shigella.

Actualmente se ha resaltado el papel que tiene la microbiota en la obesidad del humano. Las actividades metabólicas de la microbiota intestinal facilitan la extracción de calorías de los alimentos ingeridos y el almacenaje de esas calorías en el tejido adiposo del hospedero, para su posterior utilización y proveen energía y nutrimentos para el desarrollo y proliferación microbiana. Las diferencias en la recuperación de energía en los individuos puede ofrecer una explicación fisiológica del porqué algunos pacientes presentan obesidad, pero no comen en abundancia. Se ha sugerido que la microbiota intestinal de algunas personas tiene una eficiencia metabólica específica y que ciertas características en la composición de la microbiota pueden predisponer a obesidad. 

Por otra parte, las bacterias presentan un metabolismo tan diverso que les permite llevar a cabo funciones tales como: La fijación de nitrógeno (conversión de nitrógeno gaseoso a amonio), la fijación de una cantidad importante de CO2, la metanogénesis (producción biológica de metano), así como la reducción de azufre y fierro.

Hay bacterias con capacidad para metabolizar los plaguicidas clorados e hidrocarburos. Actualmente se trabaja en la producción de polímeros bacterianos biodegradables para sustituir a los plásticos sintéticos. Además, mediante a procesos vigentes a nivel industrial, las bacterias se utilizan en la producción de antibióticos (bacitracina, cefalosporina, cloranfenicol, cicloheximida, lincomicina, nistatina, penicilina, polimixina B, estreptomicina, son algunos de ellos); vitaminas tales como la vitamina B12 y la riboflavina, cuya síntesis es más fácil por fermentación; aminoácidos, por fermentación directa o síntesis enzimática, entre ellos el ácido aspártico y la fenilalanina (ingredientes del aspartame), el ácido glutámico (empleado como saborizante bajo la forma de glutamato monosódico), la lisina (aditivo alimentario). Por lo que respecta a enzimas microbianas, éstas se producen comercialmente y se emplean en la elaboración de jarabes edulcorantes, detergentes, ablandadores de carnes.

Las aplicaciones prácticas de las bacterias en la ingeniería genética incluyen: vacunas virales (citomegalovirus, hepatitis B, sarampión, rabia); proteínas y péptidos (insulina, factor estimulante del crecimiento, interferón alfa, interferón beta, factor de necrosis tumoral y otros que aún no se encuentran en el mercado); vegetales y animales transgénicos; regulación y terapia génicas.

TIPIFICACIÓN BACTERIANA

La tipificación de las bacterias se basa en el estudio de sus características mediante técnicas que oscilan entre las más sencillas tinciones y los más complejos estudios moleculares. Una técnica útil y de bajo costo consiste en la tinción de Gram y posterior observación de la muestra mediante el microscopio de luz para estudiar las bacterias, su forma, tipo de agrupación y color: grampositivas o gramnegativas. La mayor parte de las bacterias puede ser ubicada en uno de estos dos grupos o en un tercero, de acuerdo a la ácido-alcohol resistencia que presenten (Ziehl-Neelsen).

Algunas propiedades genéticas y fisiológicas constituyen herramientas utilizadas para definir algunas características de las cepas, como los serotipos y biotipos, determinación de especies en algunos grupos de bacterias, producción de toxinas. Los métodos más sensibles se basan en el análisis del material genético. Cabe mencionar que éstos han diversificado sus objetivos; se emplean en la identificación de subgrupos de genes esenciales para el crecimiento, colonización, adhesión e invasión bacterianos (un ejemplo es el IVET - siglas de "in vivo expression technology"), desarrollada para seleccionar los genes activos únicamente durante la infección).

MORFOLOGÍA BACTERIANA

Las bacterias que tienen forma esférica u ovoide se denominan cocos. Y si se tiñen de azul con el Gram, se les llama gram positivos. Cuando los cocos se agrupan en cadenas, se les denomina estreptococos y cuando lo hacen en racimos, se les llama estafilococos; también se pueden agrupar en pares que reciben el nombre de diplococos. Las bacterias en forma de bastón reciben el nombre de bacilos. Si al teñirlos con el Gram quedan de color rojo, se les denomina gramnegativos. Los bacilos curvados que presentan espirales se llaman espirilos, rígidos; algunas bacterias en espiral presentan formas fácilmente reconocibles, como las espiroquetas, semejantes a un tornillo o sacacorchos, flexibles. Las bacterias que carecen de pared celular tienen gran plasticidad (micoplasmas) y adoptan una variedad de formas. Las bacterias esféricas tienen un tamaño promedio de 1 micrómetro de diámetro, mientras que los bacilos miden 1.5 de ancho por 6 micrómetros de largo.

ACTIVIDAD PARA PORTAFOLIO DE EVIDENCIAS

Elabore un resumen dando a conocer la importancia de las bacterias en el ámbito de la alimentación , industrial, la agricultura y en la salud.

Enviar al e-mail  Isamaniego@cobaes.edu.mx o al doctorcito.25@hotmail.com  

TINCIÓN DE GRAM PRÁCTICA No. 2

PRACTICA 2
TINCIÓN DE GRAM
OBJETIVOS DE APRENDIZAJE:
Cuando haya completado este experimento, usted debe comprender:
1. La base teórica y química de los procedimientos de tinción diferencial.
2. La base química de la tinción de Gram.
3. El procedimiento para diferenciar entre dos grupos principales de bacterias: Gram positivas
y Gram-negativas.
PRINCIPIO:

La tinción diferencial requiere el uso de al menos 3 reactivos químicos que se aplican en secuencia a un frotis fijado por calor. El primer reactivo es llamado tinción primaria o colorante primario. Su función es impartir color a todas las células. Con el objetivo de establecer un contraste de color, el segundo reactivo usado es un agente decolorante, el cual puede decolorar la célula completa o solo parte de ella. El reactivo final, el colorante de contraste, le da a las células decoloradas un color que contrasta con el del colorante primario. El colorante de contraste no puede ser absorbido por células que no han perdido el colorante primario. De esta manera, tipos de células o sus estructuras se pueden distinguir unas de otras en función del colorante que es absorbido.

El método de tinción diferencial más importante usado en bacteriología es la tinción de Gram, llamada así en honor al Dr. Hans Christian Gram. Este método divide las bacterias en dos grandes grupos, las Gram-negativas y las Gram-positivas. Esto es esencial para la clasificación y diferenciación de microorganismos. La reacción a la tinción de Gram está basada en la diferencia en la composición química de la pared celular bacteriana. Las bacterias Gram positivas tienen una gruesa capa de peptidoglicano o mureína, mientras que esta capa es más fina en las Gram-negativas y está rodeada por una bicapa lipídica externa. El Peptidoglicano es un polisacárido formado por dos subunidades químicas, N-acetilglucosamina y acido Nacetilmurámico.

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Figure 1 Microfotografía de una pared celular Gram Positiva
Figure 2 Estructura de la Pared Celular Grampositiva
Figure 3 Micro fotografía de pared celular de
bacteria Gram-negativa
Figure 4 Estructura de la Pared Celular Gramnegativa
Tinción Primaria: Se utiliza Cristal Violeta, que tiñe todas las células moradas.
Mordiente: Yodo o lugol. El yodo, aparte de matar bacterias, incrementa la afinidad del colorante primario con la célula, formando complejos insolubles con este. El complejo cristal violeta-yodo sirve para intensificar el color del tenido.
Agente decolorante: Se utiliza alcohol etílico al 95%. El etanol tiene doble función:
deshidratante de proteínas y solvente de lípidos. El alcohol disuelve los lípidos de la parte externa de la pared celular Gram-negativa, haciendo la pared más porosa. De esta manera, el complejo Cristal violeta-yodo es removido de la capa de mureina más fina de las bacterias Gramnegativas, mientras que la pared más gruesa de las Gram-positivas retiene el tinte en su interior.
Tinción de Contraste: Safranina. Este tinte se utiliza para teñir de rojo las células previamente decoloradas, o sea, las Gram-negativas.
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EN LA MESA DE TRABAJO
MATERIALES:
Cultivos: cultivos de 24 horas en agar nutritivo en tubo inclinado de Escherichia coli, Micrococcus
luteus, Bacillus megaterium y Rhodospirillum rubrum.
Reactivos: Cristal violeta, Yodo de Gram, Alcohol Etílico 95%, Safranina.
EQUIPOS Y MATERIALES:
Mechero de alcohol, asa de siembra, cubeta de tinción, portaobjetos, papel de absorción, papel
de lentes, y microscopio.

PROCEDIMIENTO:
1. Obtenga 5 portaobjetos limpios.
2. Prepare un frotis de cada uno de los microorganismos y, en el quinto portaobjetos prepare un frotis de una mezcla de Micrococcus luteus y Eschericha coli. Para preparar los frotis se sigue el siguiente procedimiento:
a. Colocar una pequeña gota de agua en el centro de un portaobjetos limpio. Es necesaria muy poca cantidad de agua, por lo que se puede usar el asa de siembra, ya que en el extremo curvo de su filamento queda retenida una mínima gota de agua, que es suficiente.
b. Flamear el asa de siembra y dejar enfriar. Tomar, en condiciones asépticas, una pequeña cantidad del cultivo bacteriano en medio sólido y transferirlo a la gota de agua. Remover la mezcla con el asa de siembra hasta formar una suspensión homogénea que quede bastante extendida para facilitar su secado. Nota: Si la muestra se toma de un cultivo en medio líquido, no es necesario realizar los dos
primeros pasos ya que basta con colocar y extender una gota de la suspensión bacteriana, que se toma con el asa de siembra, directamente sobre el portaobjetos.
c. Esperar hasta que el líquido se evapore o acelerar su evaporación acercando el portaobjetos a la llama del mechero. En este caso hay que tener mucha precaución de no calentar demasiado el portaobjetos pues las células pueden deformarse o romperse.
d. Para preparar el frotis de la mezcla Eschericia coli-Micrococcus luteus, coloque una gota de agua en el portaobjetos, y luego transfiriendo cada organismo separadamente a la gota de agua usando un asa de siembra esterilizada y enfriada. Mezcle ambos microorganismos haciendo movimientos  Circulares con el asa.
3. Permita que los frotis se sequen al aire y luego fíjelos con calor.
4. Tiña con cristal violeta agregando suficiente colorante y deje que actúe durante 1 minuto.
5. Lave suavemente con agua.
6. Inunde suavemente con el mordiente, yodo de Gram, y deje actuar durante 1 minuto.
7. Lave suavemente con agua.
8. Decolore con alcohol etílico al 95%. Nota: no sobredecolore, agregue el alcohol gota a
gota hasta que este salga casi claro, solo ligeramente azul.
9. Lave suavemente con agua.
10. Agregue la safranina para la tinción de contraste.
11. Lave suavemente con agua.
12. Seque la preparación.
13. Examine al microscopio con el objetivo 100X de inmersión de aceite. Tina suavemente con cristal
violeta por 1 min
Lave suavemente con agua
Tina suavemente con safranina por 1 min
Lave suavemente con agua
Lave suavemente con agua
Lave suavemente con agua
Aplique yodo o lugol suavemente por 1 min
Aplique alcohol o acetona gota a gota hasta que salga claro
Seque al aire o con papel absorbente

PRACTICA 2
OBSERVACIONES Y RESULTADOS
De acuerdo a sus observaciones al microscopio, registre sus resultados en el cuadro.
1. Haga un dibujo de un campo microscópico representativo.
2. Describa las células de acuerdo a su morfología y arreglo.
3. Describa el color de las células tintadas.
4. Clasifique el organismo como Gram-positivo o Gram-negativo.

5.- Envie el documento al correo doctorcito.25@hotmail.com 

EJERCICIO 1. PRÁCTICA LAB-CLINIC

ACTIVIDAD EXPERIMENTAL No. 1

ASIGNATURA: PROCESAR TÉCNICAS PARA EL DIAGNÓSTICO CLÍNICO.

PROPÓSITO.- Comprender y Realizar la preparación de medios de cultivo basándose en sus conocimientos sobre la esterilización y características de los microorganismos.

GENERALIDADES.- Es el material alimenticio en el que crecen los microorganismos, siendo este uno de los sistemas más importantes para el aislamiento e identificación de los microorganismo.

Para que las bacterias crezcan adecuadamente en un medio de cultivo (M.C.B), este deberá reunir una serie de condiciones como lo son: Temperatura, Humedad, oxígeno, y un Ph adecuado. Además de los nutrientes y factores de crecimiento necesario para un buen desarrollo bacteriano.

Existen medios que se le añaden diferentes materiales de enriquecimiento (azucares, sueros, sangre, bilis) o bien sustancias que los vuelven selectivos porque actúan como inhibidores del crecimiento de unas bacterias también se añaden colorantes que actúan como indicadores para identificar cierto tipo de bacterias.

MATERIAL		REACTIVOS
Matraz elenmeyer de 250 ml.		Medios de EBM.
Autoclave		Medio de agar cetritrinina
Algodón		Agar nutritivo
Gasa		Sangre
Balanza		Agua destilada
Mechero		Glicerina
Tipie
Malla con asbesto
Caja de Petri estériles desechables

PROCEDIMIENTO

GENERALIDADES.- Es un medio de cultivo para el aislamiento de bacilos entéricos gram negativos.

El uso de eosina y azul de metileno permite la diferenciación de las colonias fermentadoras de lactosa de las no fermentadoras.

PREPARACIÓN.- Suspender 36 gr de medio litro de agua purificada y calentar con agitación suave hasta completar disolución y hervir durante un minuto.

Esterilizar en autoclave a 121 °c  (15 liras de presión), durante 15 minutos. Dejar enfriar a temperatura entre 45 y 50 °c y luego se vacía en las cajas de Petri.

AGAR SANGRE.

GENERALIDADES: Es un medio enriquecido que se utiliza a demás para la investigación de los diversos tipos de hemolisis (alfa, beta y gama) Se utiliza para el crecimiento de estreptococos.

Para su preparación se utiliza un agar base que puede ser (agar nutritivo, agar Columbia o agar tripticase de soya). Adicionándole 5ml de sangre por cada 100ml de medio (5%).

PREPARACIÓN.- Suspender 40g de agar base en un litro de agua purificada mezclar perfectamente, calentar con agitación frecuente y hervir por un minuto hasta disolución completa esterilizar a 121°c por 15 min  luego enfriar a 45 -50 °c y adicionar 5% de sangre estéril desfibrinada.

AGAR CETRIMIDA ( Agar King)

GENERALIDADES.- Medio de cultivo selectivo para el aislamiento de pseudomonas aeruginosas, la cetrimida ( Bromuro de cetiltrimetilamonio) que inhibe el crecimiento de las bacterias debido a su acción como un compuesto cuaternario de amonio.

PREPARACIÓN.- Rehidratar 43 gr de medio en un litro de agua destilada, luego agregar 10ml de glicerol, reposar de 10 a 15 min , paso seguido calentar agitando frecuentemente hasta el punto de ebullición durante 1 minuto para disolverlo por completo. Esterilizar en autoclave a 121°c ( 15 libras de presión) durante 15 minutos. Y por último se deja enfriar aproximadamente a 45°c , vaciar en las cajas de Petri estériles.

EJERCICIO.- La evidencia de aprendizaje de este tema correspondiente a la actividad experimental número 1. Elige la opción deseada a desarrollar: Puedes hacer un mapa conceptual o desarrollar las siguientes interrogantes (cuestionario).   Al final enviar al docente al email… doctorcito.25@hotmail.com

1.- ¿Que es un medio de cultivo?

2.- ¿Cómo se clasifican los medios de cultivo?

3.- Después de preparado el medio de cultivo, ¿Qué parámetros de calidad debe monitorear?

4.- Menciona tres medios de cultivo uno de cada clasificación.

5.- ¿Qué condiciones debe reunir un medio de cultivo?

6.-¿Menciona el proceso paso a paso, para preparar Agar sangre?

7.- Enviar a  profesamaniego@gmail.com 

FRECUENCIA CARDIACA

Valores normales de la frecuencia cardiaca

 EN SU ESTADO NORMAL: 50 a 100 latidos por minuto.

FRECUENCIA RESPIRATORIA:

Bebes de cero a seis meses: de 30 a 50
Bebes de seis meses a un año: de 20 a 40
Bebes de un año a dos años: de 20 a 30
Niño de dos a seis años: de 15 a 25
Niños de seis a diez años: de 15 a 20
Niños mayores de diez años: de 13 a 15

Cuadro B: Para una frecuencia del pulso por minuto

Edad	Gama de frecuencia cardiaca prevista para intensidad moderada (por minuto)	Gama de frecuencia cardiaca prevista para intensidad enérgica (por minuto)
20	100- 140	141- 170
25	98-136	137-166
30	95-133	134-162
35	93-129	130-157
40	90-126	127-153
45	88-122	123-149
50	85-119	120-145
55	83-115	116-140
60	80-112	113-136
65	78-108	109-132
70	75-105	106-128
75	72-101	102-123
80	70-98	99-119
85	67-94	95-115

Cómo medir su frecuencia cardiaca  P09 Versión 2.0

Si toma el puso durante la actividad física puede medir la intensidad a la que hace ejercicio.  Debe hacer ejercicio dentro de su gama de frecuencia cardiaca.

Necesita un reloj, reloj pulsera o cronómetro que es digital o tenga una segunda mano

Use el dedo índice y el mayor.  (No use el pulgar porque tiene su propio pulso.)  Coloque estos dos dedos en su muñeca, justo sobre la base del pulgar.

Cuente la cantidad de latidos (pulsos) durante 10 segundos y compare este valor al “cuadro A” en la página a continuación.

Cuente el número de latidos durante 10 segundos. 

Multiplique este número por 6 para calcular la frecuencia cardiaca en latidos por minuto y compare este valor al “cuadro B” en la página siguiente.

El aumento de la frecuencia cardiaca es una parte esencial del ejercicio, pero es importante que la frecuencia no sea demasiado alta (dado que es peligroso para la salud) o demasiado baja (beneficios limitados). Si es principiante, debe también poder respirar sin dificultad durante la sesión de ejercicios.  Esto asegurará de que haga ejercicio a un nivel seguro y eficaz para el cuerpo.

Algunos medicamentos pueden evitar que su frecuencia cardiaca suba demasiado. Si está tomando un medicamento para el corazón, consulte al prestador de atención primaria sobre la intensidad a la que debe hacer ejercicio.

Operacionalización:

Presión Arterial
Valor Final	Criterios		Procedimiento
	Presión Sistólica	Presión Diastólica
Óptima	< 120 mmHg	< 80 mmHg	Cuando se toma la presión arterial, se registran dos valores. El más elevado se produce cuando el corazón se contrae (sístole); el más bajo corresponde a la relajación entre un latido y otro (diástole). -Ubicar a la persona sentada, con el brazo a la altura del corazón apoyado sobre la mesa. -Colocar el brazalete en el brazo derecho a equidistancia del codo y hombro. -Colocar el estetoscopio sobre la arteria braquial de este brazo. -Inflar hasta registrar una presión mayor a 180. -Desinflar lentamente. -Oir los ruidos respectivos y registrar la presión arterial indicada, sistólica y diastólica en las hojas de datos.
Normal	120-129 mmHg	80 - 84mmHg
Normal alta	130 – 139 mmHg	85 – 89 mmHg
Hipertensión Estadío I	140 – 159 mmHg	90 – 99 mmHg
Hipertensión Estadío II	160 – 179 mmHg	100 – 109 mmHg
Hipertensión Estadío III	180 mmHg	110 mmHg
Hipertensión Sistólica aislada	140 mmHg	< 90 mmHg

EJERCICIO.  ELABORE UN RESUMEN CON REFERENCIA A 

¿ EN QUE CASOS ES NECESARIO MEDIR LA FRECUENCIA CARDÍACA Y QUE RELACIÓN SE TIENE CON LA FRECUENCIA RESPIRATORIA?

Envié vía e-mail al docente de esta asignatura.